Ассоциация NADPH–оксидазы 2 (NOX2) с развитием атопической бронхиальной астмы

##plugins.themes.bootstrap3.article.sidebar##

pdf html html (English)
Опубликован: Oct 2, 2025
DOI: https://doi.org/10.18097/BMCRM00272
Ключевые слова:
NOX2; NADPH–оксидаза 2; LС3–ассоциированный фагоцитоз; моноциты; атопическая бронхиальная астма

##plugins.themes.bootstrap3.article.main##

Б.Р. Ибрагимов
Казанский (Приволжский) федеральный университет, 420008, Казань, ул. Кремлевская 18
А.С. Демерцидис
Казанский (Приволжский) федеральный университет, 420008, Казань, ул. Кремлевская 18
И.Д. Решетникова
Казанский (Приволжский) федеральный университет, 420008, Казань, ул. Кремлевская 18; Казанский научно–исследовательский институт эпидемиологии и микробиологии, Казань
Ю.В. Скибо
Казанский (Приволжский) федеральный университет, 420008, Казань, ул. Кремлевская 18
С.Н. Абрамов
Казанский (Приволжский) федеральный университет, 420008, Казань, ул. Кремлевская 18
З.И. Абрамова
Казанский (Приволжский) федеральный университет, 420008, Казань, ул. Кремлевская 18

Аннотация

Фагоцитирующие клетки уничтожают бактерии, аллергены и апоптотические клетки посредством антимикробных реакций, сопряженных с фагоцитозом и включающих генерацию активных форм кислорода (АФК) и доставку гидролитических ферментов из лизосом в фагосому. АФК, продуцируемые NADPH-оксидазой 2 (NOX2), которые задействованы в механизме LC3–ассоциированного фагоцитоза, участвуют в развитии врожденных и адаптивных иммунных реакций, что приводит, в том числе, к ремоделированию дыхательных путей и гиперреактивности. Целью настоящей работы было установление ассоциации NOX2 с отягощенностью протекания атопической бронхиальной астмы (АБА). Уровень АФК определяли в моноцитах здоровых доноров и пациентов с атопической бронхиальной астмой с помощью дигидрородамина-123 (dhr-123). Анализ уровня экспрессии гена NOX2 в моноцитах здоровых доноров и пациентов с атопической бронхиальной астмой проводили методом ОТ–ПЦР. В присутствии PMA (форбол-12-миристат-13-ацетат) происходило значительное увеличение флуоресценции родамина–123 (Rho-123) во всех исследуемых группах. При этом было обнаружено достоверное увеличение медианы флуоресценции Rho-123 в группе с тяжелой АБА по отношению к группе здоровых доноров и пациентов с легкой степенью АБА, а также к группе пациентов со средней степенью АБА. Достоверное увеличение экспрессии гена NOX2 было обнаружено в группах средней и тяжелой степени АБА по сравнению с остальными исследованными группами. Исходя из полученных данных можно предположить, что с увеличением активности NOX2 – ключевого фермента LC3–ассоциированного фагоцитоза – происходит отягощение протекания АБА.

##plugins.themes.bootstrap3.article.details##

Как цитировать
Ибрагимов B., Демерцидис A., Решетникова I., Скибо Y., Абрамов S., & Абрамова Z. (2025). Ассоциация NADPH–оксидазы 2 (NOX2) с развитием атопической бронхиальной астмы. Biomedical Chemistry: Research and Methods, 8(3), e00272. https://doi.org/10.18097/BMCRM00272
Выпуск
Том 8 № 3 (2025)
Раздел
КЛИНИЧЕСКИЕ ИССЛЕДОВАНИЯ

Библиографические ссылки

  1. Mak, J.C., Leung, H.C., Ho, S.P., Law, K.W.B., Lam, W.K., Tsang, K.W.T., Ip,M.S.M., Chan–Yeung, M. (2004) Systemic oxidative and antioxidative status inChinese patients with asthma. J. Allergy Clin. Immunol., 114(2), 260–264. DOI
  2. Sweet, M.J., Ramnath, D., Singhal, A., Kapetanovic, R. (2024) Inducibleantibacterial responses in macrophages. Nature Reviews Immunology, 25(2),92-107. DOI
  3. Ibragimov, B.R., Skibo, Yu.V., Abramova, Z.I. (2023) Autophagy and LC3–associated phagocytosis: similarities and differences. Medical Immunology(Russia), 25(2), 233–252. DOI
  4. Kim, B.H., Shenoy, A.R., Kumar, P. (2011) A family of IFN-gamma-inducible65-kD GTPases protects against bacterial infection. Science, 332(6030),717–721. DOI
  5. Matsunaga, K., Saitoh, T., Tabata, K., Omori, H., Satoh, T., Kurotori, N.,Maejima, I., Shirahama-Noda, K., Ichimura, T., Isobe T., Akira, S., Noda, T.,Yoshimori, T. (2009) Two Beclin 1-binding proteins, Atg14L and Rubicon,reciprocally regulate autophagy at different stages. Nat. Cell Biol., 11(4),385–396. DOI
  6. Qu, J., Li, Y., Zhong, W., Gao, P, Hu, C.J. (2002) Recent developments in therole of reactive oxygen species in allergic, asthma. J. Thorac. Dis., 9(1), E32–E43. DOI
  7. Michaeloudes, C., Abubakar–Waziri, H., Lakhdar, R., Raby, K., Dixey,P., Adcock, I.M., Mumby, S., Bhavsar, P.K., Chung, K.F. (2022) Molecularmechanisms of oxidative stress in asthma. Molecular Aspects of Medicine, 85,e101026. DOI
  8. Ravikumar, B., Moreau, K., Jahreiss, L., Puri, C., Rubinsztein, D.C. (2010)Plasma membrane contributes to the formation of pre-autophagosomalstructures. Nature Cell Biology, 12(8), 747-757. DOI
  9. Ammar, M., Bahloul, N., Amri, O., Omri, R., Ghozzi, H., Kammoun, S.,Zeghal, K., Mahmoud, L.B. (2022) Oxidative stress in patients with asthma andits relation to uncontrolled asthma. J. Clin. Lab. Anal., 36(5), e24345. DOI
  10. Karadogan, B., Beyaz, S., Gelincik, A., Buyukozturk, S., Arda, N. (2022)Evaluation of oxidative stress biomarkers and antioxidant parameters inallergic asthma patients with different level of asthma control. J. Asthma, 59(4),663–672. DOI
  11. Nadeem, A., Chhabra, S.K., Masood, A., Raj, H.G. (2003) Increasedoxidative stress and altered levels of antioxidants in asthma. J. Allergy Clin.Immunol., 111(1), 72–78. DOI
  12. Asrar, A., Shameem, M., Husain, Q. (2012) Relation of oxidant antioxidantimbalance with disease progression in patients with asthma. Ann. Thorac Med.,7(4), 226–232. DOI
  13. Anes, A.B., Nasr, H.B., Fetoui, H., Bchir, S., Chahdoura, H., Yacoub, S.,Garrouch, A., Benzarti, M., Tabka, Z., Chahed, K. (2015) Alteration in systemicmarkers of oxidative and antioxidative status in Tunisian patients with asthma:relationships with clinical severity and airflow limitation. J. of Asthma, 53(3),227–237. DOI
  14. Asare, P.F., Hurtado, P.R., Tran, H.B., Perkins, G.B., Roscioli, E., Hodge,S. (2023) Reduction in Rubicon by cigarette smoke is associated with impairedphagocytosis and occurs through lysosomal degradation pathway. Clinical andExperimental Medicine, 23(7), 4041–4055. DOI
  15. Levy, M.L., Bacharier, L.B., Bateman, E., Boulet, L.P., Brightling, C., Buhl,R., Brusselle, G., Cruz, A.A., Drazen, J.M., Duijts, L., Fleming, L., Inoue, H.,Ko, F.W.S., Krishnan, J.A., Mortimer, K., Pitrez, P.M., Sheikh, A., Yorgancıoğlu,A., Reddel, H.K. (2023) Key recommendations for primary care from the 2022Global Initiative for Asthma (GINA) update. N.P.J. Prim. Care Respir. Med.,33(1), 7. DOI
  16. Gassan, D.A., Kotova, O.O., Naumov, D.E., Sugaylo, I.Yu., Gorchakova,Y.G., Sinyuk, A.A. (2020) Comparative characteristics of monocytes isolationconditions by adhesion method for in vitro experiments. Bulletin Physiologyand Pathology of Respiration, 78, 128-134. DOI
  17. Treves, A.J., Yagoda, D., Haimovitz, A., Ramu, N., Rachmilewitz, D., Fuks,Z. (1980) The isolation and purification of human peripheral blood monocytesin cell suspension. J. Immunol., 39(2), 71–80. DOI
  18. Yang, Y., Zhang, G., Yang, T., Gan, J., Xu, L., Yang, H. (2018) A flow–cytometry–based protocol for detection of mitochondrial ROS production underhypoxia. Star Protocols, 2(2), e100466. DOI
  19. Assing, K., Laursen, C.B., Campbell, A.J., Beck, H.C., Davidsen, J.R. (2024)Proteome and dihydrorhodamine profiling of bronchoalveolar lavage in patientswith chronic pulmonary aspergillosis. J. Fungi, 10(5), 314. DOI
  20. Richardson, M.P., Ayliffe, M.J., Helbert, M., Davies, E.G. (1998) A simpleflow cytometry assay using dihydrorhodamine for the measurement of theneutrophil respiratory burst in whole blood: comparison with the quantitativenitrobluetetrazolium test. Journal of Immunological Methods, 219(1), 187–193. DOI
  21. Pioch, J., Blomgran, R. (2022) Optimized flow cytometry protocol fordihydrorhodamine 123–based detection of reactive oxygen species in leukocytesubpopulations in whole blood. Journal of Immunological Methods, 507,e113308. DOI
  22. Vernon, P.J., Schaub, L.J., Dallelucca, J.J., Pusateri, A.E., Sheppard, F.R.(2015) Rapid detection of neutrophil oxidative burst capacity is predictive ofwhole blood cytokine responses. PLoS One, 10(12), 663–672. DOI
  23. Johnstone, A.M., Koh, A., Goldberg, M.B., Glogauer, M. (2007) Ahyperactive neutrophil phenotype in patients with refractory periodontitis. J.Periodontol., 78(9), 1788–1794. DOI
  24. Siddiqi, M., Garcia, Z.C., Stein, D.S., Denny, T.N., Spolarics, Z. (2001)Relationship between oxidative burst activity and CD11b expression inneutrophils and monocytes from healthy individuals: Effects of race and gender.Cytometry, 46(4), 243–246. DOI
  25. Bylund, J.J., Brown, K.L., Movitz, C., Dahlgren, C., Karlsson, A. (2010)Intracellular generation of superoxide by the phagocyte NADPH oxidase: how,where, and what for? Free Radic. Biol. Med., 49(12), 1834–1845. DOI
  26. Kavianpour, M., Moradzadeh, K., Muhammadnejad, S., Jabbarpour, Z.,Khorsand, A.A., Aghayan, S., Vasei, M., Verdi, J. (2022) Flow cytometricmeasurement of reactive oxygen species to assess the effects of preconditioningtotal body irradiation on NOG mice. Asian Pac. J. Cancer Prev., 23(2), 383–382. DOI
  27. Quach, A., Glowik, S., Putty, T., Ferrante, A. (2019) Delayed bloodprocessing leads to rapid deterioration in the measurement of the neutrophilrespiratory burst by the dihydrorhodamine–123 reduction assay. Cytometry BClin. Cytom., 96(5), 389–396. DOI
  28. Chang, S.C., Rodrigues, N.P., Zurgil, N., Henderson, J.R., Bedioui, F.,McNeil, C.J., Deutsch, M. (2005) Simultaneous intra– and extracellularsuperoxide monitoring using an integrated optical and electrochemical sensorsystem. Biochem. Biophys. Res. Commun., 327(4), 979–984. DOI
  29. Ghasemzadeh, M., Hosseini, E. (2017) Platelet granule release is associatedwith reactive oxygen species generation during platelet storage: A direct linkbetween platelet pro–inflammatory and oxidation states. Thromb. Res., 156(5),101–104. DOI
  30. Vernon, P.J., Paredes, R.M., Sooter, A.J., Schaub, L.J., Grossman, H.M.,Pusateri, A.E., Glaser, J.J., Sheppard, F.R. (2016) Severe hemorrhagic shockinduces acute activation and expansion of IL–8+/IL–10+ neutrophils withenhanced oxidative reactivity in non–human primates. Shock, 46(3), 129–136. DOI
  31. Hastuti, S.D., Quach, A., Costabile, M., Barton, M.D., Pyecroft, S.B.,Ferrante A. (2019) Measuring the Asian seabass (Lates calcarifer) neutrophilrespiratory burst activity by the dihydrorhodamine–123 reduction flowcytometry assay in whole blood. Fish Shellfish Immunol., 92(5), 871–880. DOI
  32. Djiadeu, P., Azzouz, D., Khan, M.A., Kotra, L.P., Sweezey, N., Palaniyar, N.(2017) Ultraviolet irradiation increases green fluorescence of dihydrorhodamine(DHR–) 123: false–positive results for reactive oxygen species generation.Pharmacol. Res. Perspect., 5(2), e00303. DOI
  33. Wardman, P. (2008) Methods to measure the reactivity of peroxynitrite–derived oxidants toward reduced fluoresceins and rhodamines. MethodsEnzymol., 441, 261–282. DOI
  34. Vowells, S.J., Sekhsaria, S., Malech, H.L., Shalit, M., Fleisher, T.A. (1995)Flow cytometric analysis of the granulocyte respiratory burst: a comparisonstudy of fluorescent probes. J. Immunol. Methods, 178(1), 89–97. DOI
  35. Tichopad, A., Dilger, M., Schwarz, G., Pfaffl, M.W. (2003) Standardizeddetermination of real–time PCR efficiency from a single reaction set–up.Nucleic Acids Res., 31(20), e122. DOI
  36. Bantula, M, Arismendi, E., Picado, C., Mullol, J., Roca-Ferrer, J., Tubita,V. (2022) Reference Gene Validation for RT–qPCR in PBMCs from AsthmaticPatients with or without Obesity. Methods Protoc., 5(3), E35. DOI
  37. Ibragimov, B.R., Skibo, Yu.V., Reshetnikova, I.D., Abramov, S.N., Daminova,A.G., Evtyugin, V.G., Abramova Z.I. (2024) Effect of the Rubicon protein onLC3-associated phagocytosis by monocytes in the patients with severe atopicbronchial asthma. Medical Immunology (Russia), 26(6), 1213–1222. DOI
  38. Wong, S., Payel Sil, P., Martinez, J. (2017) Rubicon: LC3-associatedphagocytosis and beyond. The FEBS journal, 285(8), 1379-1388. DOI